Липид-опосредованная адаптация белков и пептидов в клеточных мембранах

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Представлены результаты исследований в компьютерном эксперименте молекулярных механизмов адаптации модельных клеточных мембран, реализующейся в ходе их взаимодействия с белками и пептидами. Речь идет об изменении структурно-динамических параметров водно-липидной среды, гидрофобной/гидрофильной организации поверхности липидного бислоя (так называемой «мозаичности») и пр. Взятые в совокупности, эти эффекты получили название «мембранного ответа» (МО) – важнейшей способности клеточных мембран специфично и устойчиво реагировать на встраивание и функционирование в них внешних агентов, в первую очередь – белков и пептидов. Описаны полученные в ходе многолетних исследований результаты авторов в области молекулярного моделирования процессов МО с различными пространственно-временными характеристиками – от эффектов связывания с белками отдельных молекул липидов до изменения интегральных макроскопических параметров мембран. Основная часть результатов получена с использованием разработанной авторами технологии «динамического молекулярного портрета». Обсуждаются биологическая роль наблюдаемых явлений и возможные пути рационального проектирования искусственных мембранных систем с заданными характеристиками МО. Это, в свою очередь, важно для направленного изменения профиля активности белков и пептидов, действующих на биомембраны, в том числе в качестве перспективных фармакологических агентов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. А. Полянский

Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН

Email: r-efremov@yandex.ru
Россия, Москва, 117997

Р. Г. Ефремов

Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова РАН; Национальный исследовательский университет Высшая школа экономики; Московский физико-технический институт (Национальный исследовательский университет)

Автор, ответственный за переписку.
Email: r-efremov@yandex.ru
Россия, Москва, 117997; Москва, 101000; Долгопрудный, 141701

Список литературы

  1. Gennis R.B. 1989. Biomembranes: Molecular structure and function. Springer. 533 p.
  2. Jørgensen K., Mouritsen O.G. 1995. Phase separation dynamics and lateral organization of two-component lipid membranes. Biophys. J. 69 (3), 942–954.
  3. Brown D.A., London E. 1998. Structure and origin of ordered lipid domains in biological membranes. J. Membr. Biol. 164 (2), 103–114.
  4. Lingwood D., Kaiser H.J., Levental I., Simons K. 2009. Lipid rafts as functional heterogeneity in cell membranes. Biochem. Soc. Trans. 37 (Pt 5), 955–960.
  5. Freire E., Snyder B. 1980. Estimation of the lateral distribution of molecules in two-component lipid bilayers. Biochemistry 19 (1), 88–94.
  6. Curatolo W., Sears B., Neuringer L.J. 1985. A calorimetry and deuterium NMR study of mixed model membranes of 1-palmitoyl-2-oleylphosphatidylcholine and saturated phosphatidylcholines. Biochim. Biophys. Acta 817 (2), 261–270.
  7. Pinkwart K., Schneider F., Lukoseviciute M., Sauka-Spengler T., Lyman E., Eggeling C., Sezgin E. 2019. Nanoscale dynamics of cholesterol in the cell membrane. J. Biol. Chem. 294 (34), 12599–12609.
  8. Sezgin E., Levental I., Mayor S., Eggeling C. 2017. The mystery of membrane organization: composition, regulation and roles of lipid rafts. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 18 (6), 361–374.
  9. Fantini J., Barrantes F.J. 2013. How cholesterol interacts with membrane proteins: an exploration of cholesterol-binding sites including CRAC, CARC, and tilted domains. Front. Physiol. 4, 31.
  10. Sohlenkamp C., Geiger O. 2016. Bacterial membrane lipids: diversity in structures and pathways. FEMS Microbiol. Rev. 40 (1), 133–159.
  11. Efremov R.G., Chugunov A.O., Pyrkov T.V., Priestle J.P., Arseniev A.S., Jacoby E. 2007. Molecular lipophilicity in protein modeling and drug design. Curr. Med. Chem. 14 (4), 393–415.
  12. Koromyslova A.D., Chugunov A.O., Efremov R.G. 2014. Deciphering fine molecular details of proteins’ structure and function with a protein surface topography (PST) method. J. Chem. Inf. Model. 54 (4), 1189–1199.
  13. Efremov R.G., Gulyaev D.I., Modyanov N.N. 1993. Application of three-dimensional molecular hydrophobicity potential to the analysis of spatial organization of membrane domains in proteins. III. Modeling of intramembrane moiety of Na+, K+-ATPase. J. Protein. Chem. 12 (2), 143–152.
  14. Engelman D.M. 2005. Membranes are more mosaic than fluid. Nature 438 (7068), 578–580.
  15. Cebecauer M., Amaro M., Jurkiewicz P., Sarmento M.J., Šachl R., Cwiklik L., Hof M. 2018. Membrane lipid nanodomains. Chem. Rev. 118 (23), 11259–11297.
  16. Enkavi G., Javanainen M., Kulig W., Róg T., Vattulainen I. 2019. Multiscale simulations of biological membranes: The challenge to understand biological phenomena in a living substance. Chem. Rev. 119 (9), 5607–5774.
  17. Kinnun J.J., Bolmatov D., Lavrentovich M.O., Katsaras J. 2020. Lateral heterogeneity and domain formation in cellular membranes. Chem. Phys. Lipids. 232 104976.
  18. Kure J.L., Andersen C.B., Mortensen K.I., Wiseman P.W., Arnspang E.C. Revealing plasma membrane nano-domains with diffusion analysis methods. Membranes. 10 (2020).
  19. Phillips R., Ursell T., Wiggins P., Sens P. 2009. Emerging roles for lipids in shaping membrane-protein function. Nature. 459 (7245), 379–385.
  20. Bocharov E.V., Mineev K.S., Pavlov K.V., Akimov S.A., Kuznetsov A.S., Efremov R.G., Arseniev A.S. 2017. Helix-helix interactions in membrane domains of bitopic proteins: Specificity and role of lipid environment. Biochim. Biophys. Acta 1859 (4), 561–576.
  21. Vanni S., Hirose H., Barelli H., Antonny B., Gautier R. 2014. A sub-nanometre view of how membrane curvature and composition modulate lipid packing and protein recruitment. Nat. Commun. 5 (1), 4916.
  22. Sharma S., Lindau M. 2017. t-SNARE transmembrane domain clustering modulates lipid organization and membrane curvature. J. Am. Chem. Soc. 139 (51), 18440–18443.
  23. Schmid F. 2017. Physical mechanisms of micro- and nanodomain formation in multicomponent lipid membranes. Biochim. Biophys. Acta. 1859 (4), 509–528.
  24. Polyansky A.A., Volynsky P.E., Arseniev A.S., Efremov R.G. 2009. Adaptation of a membrane-active peptide to heterogeneous environment. Ii. The role of mosaic nature of the membrane surface. J. Phys. Chem. B. 113 (4), 1120–1126.
  25. Agmo Hernández V., Karlsson G., Edwards K. 2011. Intrinsic heterogeneity in liposome suspensions caused by the dynamic spontaneous formation of hydrophobic active sites in lipid membranes. Langmuir. 27 (8), 4873–4883.
  26. de Wit G., Danial J.S., Kukura P., Wallace M.I. 2015. Dynamic label-free imaging of lipid nanodomains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 112 (40), 12299–12303.
  27. Yano Y., Hanashima S., Tsuchikawa H., Yasuda T., Slotte J.P., London E., Murata M. 2020. Sphingomyelins and ent-sphingomyelins form homophilic nano-subdomains within liquid ordered domains. Biophys. J. 119 (3), 539–552.
  28. Efremov R.G. Dynamic “molecular portraits” of biomembranes drawn by their lateral nanoscale inhomogeneities. Int. J. Mol. Sci. 22 (2021).
  29. Boggs J.M. 1980. Intermolecular hydrogen bonding between lipids: influence on organization and function of lipids in membranes. Can. J. Biochem. 58 (10), 755–770.
  30. Efremov R.G. 2019. Dielectric-dependent strength of interlipid hydrogen bonding in biomembranes: Model case study. J. Chem. Inf. Model. 59 (6), 2765–2775.
  31. Marrink S.J., Risselada H.J., Yefimov S., Tieleman D.P., de Vries A.H. 2007. The MARTINI force field: Coarse grained model for biomolecular simulations. J. Phys. Chem. B 111 (27), 7812–7824.
  32. Polyansky A.A., Ramaswamy R., Volynsky P.E., Sbalzarini I.F., Marrink S.J., Efremov R.G. 2010. Antimicrobial peptides induce growth of phosphatidylglycerol domains in a model bacterial membrane. J. Phys. Chem. Lett. 1 (20), 3108–3111.
  33. Epand R.F., Maloy W.L., Ramamoorthy A., Epand R.M. 2010. Probing the “charge cluster mechanism” in amphipathic helical cationic antimicrobial peptides. Biochemistry 49 (19), 4076–4084.
  34. Pag U., Oedenkoven M., Sass V., Shai Y., Shamova O., Antcheva N., Tossi A., Sahl H.G. 2008. Analysis of in vitro activities and modes of action of synthetic antimicrobial peptides derived from an alpha-helical ‘sequence template’. J. Antimicrob. Chemother. 61 (2), 341–352.
  35. Han X., Bushweller J.H., Cafiso D.S., Tamm L.K. 2001. Membrane structure and fusion-triggering conformational change of the fusion domain from influenza hemagglutinin. Nat. Struct. Biol. 8 (8), 715–720.
  36. Efremov R.G., Nolde D.E., Volynsky P.E., Chernyavsky A.A., Dubovskii P.V., Arseniev A.S. 1999. Factors important for fusogenic activity of peptides: molecular modeling study of analogs of fusion peptide of influenza virus hemagglutinin. FEBS Lett. 462 (1), 205–210.
  37. Vaccaro L., Cross K.J., Kleinjung J., Straus S.K., Thomas D.J., Wharton S.A., Skehel J.J., Fraternali F. 2005. Plasticity of influenza haemagglutinin fusion peptides and their interaction with lipid bilayers. Biophys. J. 88 (1), 25–36.
  38. Magzoub M., Gräslund A. 2004. Cell-penetrating peptides: [corrected] from inception to application. Q. Rev. Biophys. 37 (2), 147–195.
  39. Magzoub M., Pramanik A., Gräslund A. 2005. Modeling the endosomal escape of cell-penetrating peptides: Transmembrane pH gradient driven translocation across phospholipid bilayers. Biochemistry 44 (45), 14890–14897.
  40. Volynsky P.E., Polyansky A.A., Simakov N.A., Arseniev A.S., Efremov R.G. 2005. Effect of lipid composition on the “membrane response” induced by a fusion peptide. Biochemistry 44 (44), 14626–14637.
  41. Polyansky A.A., Volynsky P.E., Arseniev A.S., Efremov R.G. 2009. Adaptation of a membrane-active peptide to heterogeneous environment. I. Structural plasticity of the peptide. J. Phys. Chem. B 113 (4), 1107–1119.
  42. Muhle-Goll C., Hoffmann S., Afonin S., Grage S.L., Polyansky A.A., Windisch D., Zeitler M., Bürck J., Ulrich A.S. 2012. Hydrophobic matching controls the tilt and stability of the dimeric platelet-derived growth factor receptor (PDGFR) β transmembrane segment. J. Biol. Chem. 287 (31), 26178–26186.
  43. Polyansky A.A., Volynsky P.E., Efremov R.G. 2012. Multistate organization of transmembrane helical protein dimers governed by the host membrane. J. Am. Chem. Soc.134 (35), 14390–14400.
  44. Bocharov E.V., Bragin P.E., Pavlov K.V., Bocharova O.V., Mineev K.S., Polyansky A.A., Volynsky P.E., Efremov R.G., Arseniev A.S. 2017. The conformation of the epidermal growth factor receptor transmembrane domain dimer dynamically adapts to the local membrane environment. Biochemistry 56 (12), 1697–1705.
  45. Volynsky P.E., Polyansky A.A., Fakhrutdinova G.N., Bocharov E.V., Efremov R.G. 2013. Role of dimerization efficiency of transmembrane domains in activation of fibroblast growth factor receptor 3. J. Am. Chem. Soc. 135 (22), 8105–8108.
  46. Roepstorff K., Thomsen P., Sandvig K., van Deurs B. 2002. Sequestration of epidermal growth factor receptors in non-caveolar lipid rafts inhibits ligand binding. J. Biol. Chem. 277 (21), 18954–18960.
  47. Sottocornola E., Misasi R., Mattei V., Ciarlo L., Gradini R., Garofalo T., Berra B., Colombo I., Sorice M. 2006. Role of gangliosides in the association of ErbB2 with lipid rafts in mammary epithelial HC11 cells. FEBS J. 273 (8), 1821–1830.
  48. Rohwedder A., Knipp S., Roberts L.D., Ladbury J.E. 2021. Composition of receptor tyrosine kinase-mediated lipid micro-domains controlled by adaptor protein interaction. Sci. Rep. 11 (1), 6160.
  49. Roy A., Patra S.K. 2023. Lipid raft facilitated receptor organization and signaling: A functional rheostat in embryonic development, stem cell biology and cancer. Stem Cell Rev. Rep. 19 (1), 2–25.
  50. Kuznetsov A.S., Polyansky A.A., Fleck M., Volynsky P.E., Efremov R.G. 2015. Adaptable lipid matrix promotes protein–protein association in membranes. J. Chem. Theory Comput. 11 (9), 4415–4426.
  51. Matsumori N., Yamaguchi T., Maeta Y., Murata M. 2015. Orientation and order of the amide group of sphingomyelin in bilayers determined by solid-state NMR. Biophys. J. 108 (12), 2816–2824.
  52. Yasuda T., Kinoshita M., Murata M., Matsumori N. 2014. Detailed comparison of deuterium quadrupole profiles between sphingomyelin and phosphatidylcholine bilayers. Biophys. J. 106 (3), 631–638.
  53. Björkbom A., Róg T., Kankaanpää P., Lindroos D., Kaszuba K., Kurita M., Yamaguchi S., Yamamoto T., Jaikishan S., Paavolainen L., Päivärinne J., Nyholm T.K.M., Katsumura S., Vattulainen I., Slotte J.P. 2011. N- and O-methylation of sphingomyelin markedly affects its membrane properties and interactions with cholesterol. Biochim. Biophys. Acta. 1808 (4), 1179–1186.
  54. Polyansky A.A., Vassilevski A.A., Volynsky P.E., Vorontsova O.V., Samsonova O.V., Egorova N.S., Krylov N.A., Feofanov A.V., Arseniev A.S., Grishin E.V., Efremov R.G. 2009. N-terminal amphipathic helix as a trigger of hemolytic activity in antimicrobial peptides: A case study in latarcins. FEBS Lett. 583 (14), 2425–2428.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Неоднородная организация липидного бислоя. а – Полноатомная структура липидного бислоя и поверхность бислоя, окрашенная по МГП (см. далее). б – Двумерные карты поверхности бислоев ДОФХ и ДОФС, окрашенные в соответствии со значениями МГП (красным и синим цветом показаны гидрофильные и гидрофобные участки поверхности). Полноатомные модели структуры бислоев получены в расчетах МД. Подробнее см. [24]. в – Картирование ландшафта бислоя и угла наклона полярных головок по отношению к нормали к плоскости бислоя.

Скачать (1MB)
Метаданные
3. Рис. 2. Примеры МО в процессе взаимодействия МАП с модельными бислоями в ходе расчетов МД. а – Кластеризация анионных ФГ липидов (показано зеленым цветом) в «крупнозернистой» мембране ФЭ/ФГ при связывании АМП Ltc1. б – Модуляция ландшафта полноатомных бислоев ДМФХ и ДПФХ при взаимодействии с ними пептида слияния (ФП) из гемагглютинина вируса гриппа. в – Нарушение упаковки полярных головок ФС при связывании с пептидом-переносчиком (ППК) пенетратином.

Скачать (912KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Мембранный ответ в присутствии ТМД, наблюдаемый в ходе расчетов МД. а – Изменение угла наклона димера ТМД рецептора PDGFRb по отношению к нормали бислоя в зависимости от состава ацильных цепей (толщины гидрофобного слоя). б – Ограничение конфигурационной динамики липидных молекул ПОФХ в результате взаимодействия с димером ТМД рецептора EGFR. Поверхность ТМД окрашена в соответствии со значениями частоты липидных контактов в процессе МД (около 25 связанных молекул). Поверхность бислоя раскрашена в соответствии со значениями конфигурационной энтропии липидных молекул. в – Картирование неоднородности плотности липидных молекул ПОФХ вблизи мономерного ТМД гликофорина-А (GpA). Показаны двумерные карты плотности, полученные для срезов на разной глубине бислоя.

Скачать (1003KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Дизайн свойств бислоев и МАП. а – Схематичное изображение расположения молекулы sn-1-β-гидроксидиолеоилфосфатидилхолина (ДОФХ-oh) относительно мембраны, а также гидрофобная/гидрофильная организация поверхности бислоев ДОФХ и ДОФХ-oh (окраска по значениям МГП). Карты даны для одного липидного монослоя. Конфигурации системы взяты из МД-траекторий бислоев. Схема окраски для МГП показана справа. б – Двумерные карты гидрофобной поверхности в N-концевом участке для вариантов АМП Ltc2a с разной гемолитической активностью. Данные о цитотоксичности (в терминах полумаксимальной эффективной концентрации, ЕС50) дикого типа и мутантных АМП показаны в виде диаграммы. Также показана МД-конфигурация Ltc2a дикого типа на поверхности модельной полноатомной мембраны эритроцитов (ПОФХ 40%, ПОФЭ 40%, холестерин 20%).

Скачать (1MB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024