Изменчивость морфологических и генетических признаков проходной сельди-черноспинки Alosa kessleri kessleri (Alosidae) реки Ахтуба (Нижневолжский бассейн) в современный период. К вопросу о структуре вида

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Представлены результаты изучения изменчивости морфологических и популяционно-генетических особенностей проходной сельди-черноспинки Alosa kessleri kessleri из р. Ахтуба за три смежных года (2020–2022). На основании анализа ихтиопланктонных проб установлено, что нерест изученной черноспинки проходит в среднем течении р. Ахтуба на удалении 180–290 км от верхней границы дельты Волги. Для исследованного вида в выборках характерны стабильные значения длины и массы тела, соотношения полов, морфологических признаков. Результаты исследования 16 микросателлитных локусов ядерной ДНК и фрагментов генов СОI и Сyt b митохондриальной ДНК показывают неоднородную картину изменчивости сельди. Выявлен невысокий уровень генетического разнообразия черноспинки по микросателлитным локусам и гену СОI. В гене Сyt b выявлено девять гаплотипов, два из которых значительно отличаются от остальных, отмечены высокие оценки гаплотипического разнообразия в сочетании с низкими значениями нуклеотидного разнообразия. Полученные результаты носят описательный характер, их можно расценивать как первоначальный этап (выдвижение и обсуждение гипотезы) изучения структуры рассматриваемого вида в Нижневолжском бассейне.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

К. В. Кузищин

Московский государственный университет; Институт проблем экологии и эволюции РАН — ИПЭЭ РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: KK_office@mail.ru
Россия, Москва; Москва

М. А. Груздева

Московский государственный университет

Email: KK_office@mail.ru
Россия, Москва

А. В. Семенова

Московский государственный университет

Email: KK_office@mail.ru
Россия, Москва

Ф. А. Федотов

Московский государственный университет; Институт проблем экологии и эволюции РАН — ИПЭЭ РАН

Email: KK_office@mail.ru
Россия, Москва; Москва

А. М. Шадрин

Московский государственный университет

Email: KK_office@mail.ru
Россия, Москва

Список литературы

  1. Барабанов В.В., Ижерская В.А. 2020. Оценка состояния пресноводной ихтиофауны Волго-Ахтубинской поймы на современном этапе (в 2018-2019 гг.) // Вестн. АГТУ. Сер. Рыб. хоз-во. № 2. С. 52–58. https://doi.org/10.24143/2073-5529-2020-2-52-58
  2. Берг Л.С. 1948. Рыбы пресных вод СССР и сопредельных стран. Т. 1. М.; Л.: Изд-во АН СССР, 466 с.
  3. Брагинская Р.Я. 1957. К вопросу о развитии черноспинки и волжской сельди // Тр. ИМЖ АН СССР. Вып. 16. С. 171–180.
  4. Васильева Е.Д., Лужняк В.А. 2013. Рыбы бассейна Азовского моря. Ростов н/Д.: Изд-во ЮНЦ РАН, 272 с.
  5. Водовская В.В. 1967. Ход и нерест каспийской проходной сельди (Alosa kessleri) на Волге в 1964 г. // Тр. КаспНИРХ. Т. 23. С. 95–108.
  6. Водовская В.В. 1974. Новые данные о внутривидовых формах каспийской проходной сельди (Alosa kessleri) // Тр. ВНИРО. Т. 101. С. 74–82.
  7. Водовская В.В. 1998. Проходная сельдь // Научные основы устойчивого рыболовства и регионального распределения промысловых объектов Каспийского моря. М.: Изд-во ВНИРО. С. 59–63.
  8. Водовская В.В. 2001. Проходная сельдь (Alosa kessleri Grimm) Каспия: запасы и перспективы промыслового использования // Состояние запасов промысловых объектов на Каспии и их использование. Астрахань: Изд-во КаспНИРХ. С. 246–252.
  9. Войнова Т.В. 2012. Современное состояние нерестовой части популяции проходной сельди-черноспинки Alosa kessleri kessleri // Матер. IV Междунар. науч.-практ. конф. “Экологический мониторинг и биоразнообразие”. Ишим: Изд-во ИГПИ. С. 75–78.
  10. Войнова Т.В. 2013. Динамика уловов и биологические показатели сельди-черноспинки в Волго-Каспийском рыбохозяйственном подрайоне в современных условиях (река Волга и ее водотоки) // Вестн. АГТУ. Сер. Рыб. хоз-во. № 3. С. 25–29.
  11. Войнова Т.В. 2016. Мониторинг современного состояния популяции сельди-черноспинки (Alosa kesselri kessleri Grimm) в р. Волге // Экол. мониторинг и биоразнообразие. № 1. С. 21–25.
  12. Воронина Е.А., Дьякова С.А., Попова О.В., Попова Э.С. 2023. Комплексная оценка состояния проходной сельди-черноспинки (Alosa kessleri, Grimm, 1887) в низовьях Волги // Рос. паразитол. журн. Т. 17. № 3. С. 340–351. https://doi.org/10.31016/1998-8435-2023-17-3-340-351
  13. Зубкова Т.С., Разинков В.П. 2022. Морские мигрирующие сельди Каспийского моря // Вопр. рыболовства. Т. 23. № 2. С. 51–62. https://doi.org/10.36038/0234-2774-2022-23-2-51-62
  14. Казанчеев Е.Н. 1981. Рыбы Каспийского моря. М.: Лег. и пищ. пром-сть, 168 с.
  15. Ким А.И. 2012. О восстановлении урало-каспийской популяции сельди Alosa kessleri kessleri // Вестн. КазНУ. Сер. Экол. № 1 (33). С. 79–81.
  16. Красная книга Российской Федерации. Животные. 2021. М.: Изд-во ВНИИ Экология, 1128 с.
  17. Крыжановский С.Г. 1956. Материалы по развитию сельдевых рыб // Тр. ИМЖ АН СССР. Вып. 17. 255 с.
  18. Кузищин К.В., Груздева М.А., Филенко В.А., Павлов Д.С. 2020. Сельдь-черноспинка Alosa kessleri kessleri (Grimm, 1887) из р. Ахтубы Нижневолжского бассейна: биологические и морфологические особенности // Биология внутр. вод. № 1. С. 67–75. https://doi.org/10.31857/S0320965220010143
  19. Лакин Г.Ф. 1990. Биометрия. М.: Высш. шк., 352 c.
  20. Макарова Е.Г., Козлова Н.В., Барегамян М.А., Войнова Т.В. 2019. Генетические исследования проходной сельди Волжско-Каспийского рыбохозяйственного бассейна // Вестн. АГТУ. Сер. Рыб. хоз-во. № 4. С. 116–123. https://doi.org/10.24143/2073-5529-2019-4-116-123
  21. Николаев В.А. 1962. Геологическая история, рельеф и аллювиальные отложения р. Ахтуба // Природа и сельское хозяйство Волго-Ахтубинской долины и дельты. М.: Изд-во МГУ. С. 11–56.
  22. Орлова С.Ю., Емельянова О.Р., Небесихина Н.А. и др. 2024. Проблемы ДНК-штрихкодирования пузанковых сельдей рода Alosa (Alosidae) Понто-Каспийского бассейна // Вопр. ихтиологии. Т. 64. № 3. С. 363–376. https://doi.org/10.31857/S0042875224030101
  23. Пичугин М.Ю. 2009. Развитие элементов скелета у молоди карликовой и мелкой симпатрических форм Salvelinus alpinus complex из озера Даватчан (Забайкалье) // Там же. Т. 49. № 6. С. 763–780.
  24. Правдин И.Ф. 1966. Руководство по изучению рыб. М.: Пищ. пром-сть, 376 c.
  25. Пятикопова О.В. 2019. Современные особенности нерестовой миграции производителей и покатной миграции личинок сельди-черноспинки (Alosa kessleri kessleri (Grimm, 1887)) в Волжско-Каспийском бассейне: Автореф. дис. … канд. биол. наук. Астрахань: АГТУ, 19 c.
  26. Решетников Ю.С., Попова О.А. 2015. О методиках полевых ихтиологических исследований и точности полученных результатов // Тр. ВНИРО. Т. 156. С. 114–131.
  27. Решетников Ю.С., Терещенко В.Г. 2017. Количественный уровень исследования в экологии рыб и ошибки, связанные с ним // Экология. № 3. С. 178–185. https://doi.org/10.7868/80367059717030143
  28. Световидов А.Н. 1952. Фауна СССР. Рыбы. Т. 2. Вып. 1. Сельдевые (Clupeidae). М.; Л.: Изд-во АН СССР, 331 c.
  29. Фомичев О.А., Тарадина Д.Г. 2006. Оценка численности покатной молоди полупроходных и речных рыб в водоемах дельты Волги // Матер. Междунар. конф. “Современное состояние и пути совершенствования научных исследований в Каспийском бассейне”. Астрахань: Изд-во КаспНИРХ. С. 233–236.
  30. Чугунова Н.И. 1959. Руководство по изучению возраста и роста рыб. М.: Изд-во АН СССР, 164 c.
  31. Aladin N.V., Chida T., Chuikov Y.S. et al. 2018. The history and future of the biological resources of the Caspian and the Aral Seas // J. Oceanol. Limnol. V. 36. № 6. P. 2061–2084. https://doi.org/10.1007/s00343-018-8189-z
  32. Alavi-Yeganeh M.S., Razavi S. 2016. Morphological variation and taxonomic validation of gill raker characteristics in Caspian marine shad (Clupeidae: Alosa braschnikowi) // J. Aquat. Ecol. V. 5. № 4. P. 122–127.
  33. Alexandrino P., Faria R., Linhares D. et al. 2006. Interspecific differentiation and intraspecific substructure in two closely related clupeids with extensive hybridization, Alosa alosa and Alosa fallax // J. Fish Biol. V. 69. P. 242–259. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2006.01289.x
  34. Azizov A., Suleymanov S., Salavatian M. 2015. The features of the feeding of Caspian marine shad, Alosa braschnikowii (Borodin, 1904) in western part of the Caspian Sea // Casp. J. Environ. Sci. V. 13. № 1. P. 77–83.
  35. Baglinière J.L., Sabatie M.R., Rochard P.J. et al. 2003. The allis shad Alosa alosa: biology, ecology, range, and status of populations // Am. Fish. Soc. Symp. V. 35. P. 85–102.
  36. Balik İ. 2019. Population parameters of the pontic shad, Alosa immaculata Bennett, 1835 in the Fatsa coast of the south-eastern Black Sea // Ege J. Fish. Aquat. Sci. V. 36. № 4. P. 319–324. https://doi.org/10.12714/egejfas.36.4.01
  37. Bani A., Khataminejad S., Vaziri H.R., Haseli M. 2019. The taxonomy of Alosa caspia (Clupeidae: Alosinae), using molecular and morphometric specifications, in the South Caspian Sea // Eur. Zool. J. V. 86. № 1. P. 156–172. https://doi.org/10.1080/24750263.2018.1559366
  38. Barreto R.E., Gontijo A.M.M.C., Alves-de-Lima R.O. et al. 2007. MS222 does not induce primary DNA damage in fish // Aquac. Int. V. 15. № 2. P. 163–168. https://doi.org/10.1007/s10499-007-9073-6
  39. Bowen B.R., Kreiser B.R., Mickle P.F. et al. 2008. Phylogenetic relationships among North American Alosa species (Clupeidae) // J. Fish Biol. V. 72. № 5. P. 1188–1201. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2007.01785.x
  40. Carter K.M., Woodley C.M., Brown R.S. 2010. A review of tricaine methanesulfonate for anesthesia of fish // Rev. Fish Biol. Fish. V. 21. № 1. P. 51–59. http://doi.org/10.1007/s11160-010-9188-0
  41. Chiesa S., Lucentini L., Piccinini A. et al. 2014. First molecular characterization of twaite shad Alosa fallax (Lacepede, 1803) from Italian populations based on Cytochrome b gene sequencing // Ital. J. Freshw. Ichthyol. V. 1. № 1. P. 9–18.
  42. Coad B.W. 2017. Review of the herrings of Iran (Family Clupeidae) // Int. J. Aquat. Biol. V. 5. № 3. P. 128–192. https://doi.org/10.22034/ijab.v5i3.282
  43. Cole T.L., Hammer M.P., Unmack P.J. et al. 2016. Range-wide fragmentation in a threatened fish associated with post-European settlement modification in the Murray–Darling Basin, Australia // Conserv. Genet. V. 17. № 6. P. 1377–1391. https://doi.org/10.1007/s10592-016-0868-8
  44. Conix S. 2018. Integrative taxonomy and the operationalization of evolutionary independence // Eur. J. Phil. Sci. V. 8. № 3. P. 587–603. https://doi.org/10.1007/s13194-018-0202-z
  45. Daglio L.G., Dawson M.N. 2019. Integrative taxonomy: ghosts of past, present and future // J. Mar. Biol. Assoc. UK. V. 99. № 6. P. 1237–1246. https://doi.org/10.1017/s0025315419000201
  46. Dobrovolov I., Ivanova P., Georgiev Z. et al. 2012. Allozyme variation and genetic identification of shad species (Pisces: Clupeidae, genus Alosa) along Bulgarian Black Sea coast // Acta Zool. Bulg. V. 64. № 2. P. 175–183.
  47. Dyldin Y.V., Orlov A.M., Hanel L. et al. 2022. Ichthyofauna of the fresh and brackish waters of Russia and adjacent areas: annotated list with taxonomic comments. 1. Families Petromyzontidae–Pristigasteridae // J. Ichthyol. V. 62. № 3. P. 385–414. https://doi.org/10.1134/S0032945222030031
  48. Esmaeili H.R., Coad B.W., Mehraban H.R. et al. 2014. An updated checklist of fishes of the Caspian Sea basin of Iran with a note on their zoogeography // Iran. J. Ichthyol. V. 1. № 3. P. 152–184.
  49. Faria R., Wallner B., Weiss S., Alexandrino P. 2004. Isolation and characterization of eight dinucleotide microsatellite loci from two closely related clupeid species (Alosa alosa and A. fallax) // Mol. Ecol. Notes. V. 4. № 4. P. 586–588. https://doi.org/10.1111/j.1471-8286.2004.00745.x
  50. Faria R., Weiss S., Alexandrino P. 2006. A molecular phylogenetic perspective on the evolutionary history of Alosa spp. (Clupeidae) // Mol. Phylogent. Evol. V. 40. № 1. P. 298–304. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2006.02.008
  51. Faria R., Weiss S., Alexandrino P. 2012. Comparative phylogeography and demographic history of European shads (Alosa alosa and A. fallax) inferred from mitochondrial DNA // BMC Evol. Biol. V. 12. № 1. Article 194. https://doi.org/10.1186/1471-2148-12-194
  52. Fazli H., Daryanabard G., Naderi Jolodar M. et al. 2021. Length-weight relationship, condition factor and relative condition factor of Alosa braschnikowi and A. caspia in the southeast of the Caspian Sea (Goharbaran) // Casp. J. Environ. Sci. V. 19. № 1. P. 105–113. https://doi.org/10.22124/cjes.2021.4501
  53. Fraser D.J., Debes P.V., Bernatchez L, Hutchings J.A. 2014. Population size, habitat fragmentation, and the nature of adaptive variation in a stream fish // Proc. R. Soc. B. V. 281. № 1790. Article 20140370. https://doi.org/10.1098/rspb.2014.0370
  54. Fricke R., Eschmeyer W.N., van der Laan R. (eds.). 2024. Eschmeyer’s catalog of fishes: genera, species, references (http://researcharchive.calacademy.org/research/ichthyology/catalog/fishcatmain.asp. Version 10/2024).
  55. Fujita M.K., Leaché A.D., Burbrink F.T. et al. 2012. Coalescent-based species delimitation in an integrative taxonomy // Trends Ecol. Evol. V. 27. № 9. P. 480–488. https://doi.org/10.1016/j.tree.2012.04.012
  56. Geiger M.F., Herder F., Monaghan M.T. et al. 2014. Spatial heterogeneity in the Mediterranean Biodiversity Hotspot affects barcoding accuracy of its freshwater fishes // Mol. Ecol. Resour. V. 14. № 6. P. 1210–1221. https://doi.org/10.1111/1755-0998.12257
  57. Giantsis I.A., Kechagia S., Apostolidis A.P. 2015. Evaluating the genetic status of the IUCN vulnerable endemic Macedonian shad (Alosa macedonica, Vinciguerra, 1921) from Lake Volvi // J. Appl. Ichthyol. V. 31. № 1. P. 184–187. https://doi.org/10.1111/jai.12494
  58. Jafari O., Shabany A., Miandare H.K. 2014. A study of genetic population of Alosa braschnicowi (Borodin, 1904) in Sari and Mahmodabad coasts in the Caspian Sea, using microsatellite loci // Int. J. Aquat. Biol. V. 2. № 1. P. 20–26. https://doi.org/10.22034/ijab.v2i1.19
  59. Jafari O., Fernandes J.M.d.O., Hedayati A.-A. et al. 2019. Microsatellite analysis of five populations of Alosa braschnikowi (Borodin, 1904) across the southern coast of the Caspian Sea // Front. Genet. V. 10. Article 760. https://doi.org/10.3389/fgene.2019.00760
  60. Jolly M.T., Maitland P.S., Genner M.J. 2011. Genetic monitoring of two decades of hybridization between allis shad (Alosa alosa) and twaite shad (Alosa fallax) // Conserv. Genet. V. 12. № 4. P. 1087–1100. https://doi.org/10.1007/s10592-011-0211-3
  61. Julian S.E., Bartron M.L. 2007. Microsatellite DNA markers for American shad (Alosa sapidissima) and cross‐species amplification within the family Clupeidae // Mol. Ecol. Notes. V. 7. № 5. P. 805–807. https://doi.org/10.1111/j.1471-8286.2007.01710.x
  62. Kiessling A., Johansson D., Zahl I.H., Samuelsen O.B. 2009. Pharmacokinetics, plasma cortisol and effectiveness of benzocaine, MS-222 and isoeugenol measured in individual dorsal aorta-cannulated Atlantic salmon (Salmo salar) following bath administration // Aquaculture. V. 286. № 3–4. P. 301–308. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2008.09.037
  63. Kimura M. 1980. A simple method for estimating evolutionary rates of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences // J. Mol. Evol. V. 16. № 2. P. 111–120. https://doi.org/10.1007/BF01731581
  64. Kochzius M., Seidel C., Antoniou A. et al. 2010. Identifying fishes through DNA barcodes and microarrays // PloS One. V. 5. № 9. Article e12620. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0012620
  65. Lavoué S., Miya M., Musikasinthorn P. et al. 2013. Mitogenomic evidence for an Indo-West Pacific origin of the Clupeoidei (Teleostei: Clupeiformes) // Ibid. V. 8. № 2. Article e56485. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0056485
  66. Librado P., Rozas J. 2009. DnaSP v5: a software for comprehensive analysis of DNA polymorphism data // Bioinformatics. V. 25. № 11. P. 1451–1452. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btp187
  67. Limburg K.E., Hattala K.A., Kahnle A. 2003. American shad in its native range // Am. Fish. Soc. Symp. V. 35. P. 125–140.
  68. Maricchiolo G., Genovese L. 2011. Some contributions to knowledge of stress response in innovative species with particular focus on the use of the anaesthetics // Open Mar. Biol. J. V. 5. P. 24–33. https://doi.org/10.2174/1874450801105010024
  69. McPherson A.A., O’Reilly P.T., McParland T.L. et al. 2001. Isolation of nine novel tetranucleotide microsatellites in Atlantic herring (Clupea harengus) // Mol. Ecol. Notes. V. 1. № 1–2. P. 31–32. https://doi.org/10.1046/j.1471-8278.2000.00012.x
  70. Mezhzherin S.V., Fedorenko L.V., Verlatyi D.B. 2009. Differentiation and allozyme variability of shads genus Alosa (Clupeiformes, Alosiinae) from Azov-Black Sea basin // Cytol. Genet. V. 43. № 2. P. 118–122. https://doi.org/10.3103/S0095452709020078
  71. Miller K.M., Laberee K., Schulze A.D., Kaukinen K.H. 2002. Development of microsatellite loci in Pacific herring (Clupea pallasi) // Mol. Ecol. Notes. V. 1. № 3. P. 131–132. https://doi.org/10.1046/j.1471-8278.2001.00048.x
  72. Olsen J.B., Lewis C.J., Kretschmer E.J. et al. 2002. Characterization of 14 tetranucleotide microsatellite loci derived from Pacific herring // Ibid. V. 2. № 2. P. 101–103. https://doi.org/10.1046/j.1471-8286.2002.00160.x
  73. Pante E., Schoelinck C., Puillandre N. 2015. From integrative taxonomy to species description: one step beyond // Syst. Biol. V. 64. № 1. P. 152–160. https://doi.org/10.1093/sysbio/syu083
  74. Topic Popovic N.T., Strunjak-Perovic I., Coz-Rakovac R. et al. 2012. Tricaine methane‐sulfonate (MS‐222) application in fish anaesthesia // J. Appl. Ichthyol. V. 28. № 4. P. 553–564. https://doi.org/10.1111/j.1439-0426.2012.01950.x
  75. Raymond M., Rousset F. 1995. GENEPOP (version 1.2): population genetics software for exact tests and ecumenicism // J. Heredity. V. 8. № 3. P. 248–249. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jhered.a111573
  76. Rougemont Q., Besnard A.-L., Baglinière J.-L., Launey S. 2015. Characterization of thirteen new microsatellite markers for allis shad (Alosa alosa) and twaite shad (Alosa fallax) // Conserv. Genet. Resour. V. 7. № 1. P. 259–261. https://doi.org/10.1007/s12686-014-0352-z
  77. Sabatino S.J., Faria R., Alexandrino P.B. 2022. Genetic structure, diversity, and connectivity in anadromous and freshwater Alosa alosa and A. fallax // Mar. Biol. V. 169. № 1. Article 2. https://doi.org/10.1007/s00227-021-03970-4
  78. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. 1977. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. V. 74. № 12. P. 5463–5467. https://doi.org/10.1073/pnas.74.12.5463
  79. Tamura K., Peterson D., Peterson N. et al. 2011. MEGA5: molecular evolutionary genetics analysis using maximum likelihood, evolutionary distance, and maximum parsimony methods // Mol. Biol. Evol. V. 28. № 10. P. 2731–2739. https://doi.org/10.1093/molbev/msr121
  80. Teacher A.G.F., Kähkönen K., Merilä J. 2011. Development of 61 new transcriptome-derived microsatellites for the Atlantic herring (Clupea harengus) // Conserv. Genet. Resour. V. 4. № 1. P. 71–74. https://doi.org/10.1007/s12686-011-9477-5
  81. Turan C., Ergüden D., Gürlek M. et al. 2015. Molecular systematic analysis of shad species (Alosa spp.) from Turkish marine waters using mtDNA genes // Turk. J. Fish. Aquat. Sci. V. 15. № 1. P. 149–155. http://doi.org/10.4194/1303-2712-v15_1_16
  82. Van Oosterhout C., Hutchinson W.F., Wills D.P.M., Shipley P. 2004. MICRO‐CHECKER: software for identifying and correcting genotyping errors in microsatellite data // Mol. Ecol. Notes. V. 4. № 3. P. 535–538. https://doi.org/10.1111/j.1471-8286.2004.00684.x
  83. Vernygora O.V., Davis C.S., Murray A.M., Sperling F.A.H. 2018. Delimitation of Alosa species (Teleostei: Clupeiformes) from the Sea of Azov: integrating morphological and molecular approaches // J. Fish Biol. V. 93. № 6. P. 1216–1228. https://doi.org/10.1111/jfb.13847
  84. Ward R.D., Zemlak T.S., Innes B.H. et al. 2005. DNA barcoding Australia’s fish species // Phil. Trans. R. Soc. B. V. 360. № 1462. P. 1847–1857. https://doi.org/10.1098/rstb.2005.1716
  85. Waters J.M., Epifanio J.M., Gunter T., Brown B.L. 2000. Homing behaviour facilitates subtle genetic differentiation among river populations of Alosa sapidissima: microsatellites and mtDNA // J. Fish Biol. V. 56. № 3. P. 622–636. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2000.tb00760.x
  86. Yeager L.A., Keller D.A., Burns T.R. et al. 2016. Threshold effects of habitat fragmentation on fish diversity at landscapes scales // Ecology. V. 97. № 8. P. 2157–2166. https://doi.org/10.1002/ecy.1449
  87. Yilmaz S., Polat N. 2002. Age determination of shad (Alosa pontica Eichwald, 1838) inhabiting the Black Sea // Turk. J. Zool. V. 26. № 4. P. 393–398.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Среднесуточная температура воды в русле рек Ахтуба (━━━) и Волга (- - -) в мае–июле 2021 г.

Скачать (837KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Сельдь-черноспинка Alosa kessleri kessleri р. Ахтуба: а – самка длиной тела по Смитту (FL) 349 мм, возраст 4 года, IV–V стадия зрелости гонад; б — самец FL 322 мм, 4 года, IV–V.

Скачать (4MB)
Метаданные
4. Рис. 3. Строение жаберных тычинок сельди-черноспинки Alosa kessleri kessleri р. Ахтуба из выборок 2020–2022 гг. Изменчивость длины жаберных тычинок и формы их наружного края (влажные препараты в момент биологического анализа (а–г) и ализариновые препараты (д, е). Жаберные тычинки: а, б — равны по длине жаберным лепесткам; в, г — короче жаберных лепестков; наружный край: а, в – прямой; б — слегка выпуклый, волнистый; г — образует выпуклую дугу; д — sp.br. 81, самка FL 288, гонады IV стадии зрелости, 14.05.2021 г.; е — sp.br. 51, самец FL 252, IV, 15.05.2021 г.; ж — жаберные тычинки обломаны, sp.br. 67, самка FL 298, IV, 14.05.2021 г.; з — боковые шипики на жаберных тычинках. Масштаб (линейки общие у а–г и д–ж), мм: а–ж — 20; з — 2.

Скачать (6MB)
Метаданные
5. Рис. 3. (Окончание).

Скачать (7MB)
Метаданные
6. Рис. 4. Число жаберных тычинок (sp.br.) в зависимости от длины тела (FL) сельди-черноспинки Alosa kessleri kessleri р. Ахтуба из выборки 2021 г., n = 544: (―) — линия тренда, r = 0.34, p = 0.

Скачать (1MB)
Метаданные
7. Рис. 5. Ранние стадии развития сельди-черноспинки Alosa kessleri kessleri из ихтиопланктонных сборов в р. Ахтуба, фиксированный материал: а–в — яйцо: а – с зародышем на стадии ~ 80% обрастания, б — то же перед началом обособления хвостовой почки, в – с эмбрионом перед выходом из яйцевой оболочки; г — ранняя предличинка абсолютной длиной (TL) ~ 3.6 мм; д, е — предличинки TL 5.3 и ~ 6.2 мм. Масштаб: 1 мм.

Скачать (9MB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025