Особенности роста и развития пыльцевых трубок ели (Picea abies (L.) Karst. × P. obovata Ledeb.) in vitro

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Изучено влияние состава сахаров и pH питательной среды на рост и развитие пыльцевых трубок у интрогрессивного гибрида ели европейской и сибирской (Picea abies (L.) Karst. × P. obovata Ledeb.) in vitro. Показана динамика роста пыльцевых трубок ели. Установлено, что относительно высокая скорость роста пыльцевых трубок во многом обуславливает особенности физиологии их развития. Описана картина быстрого синтеза целлюлозы в процессе гидратации пыльцевых зерен ели. Выявлены различия компонентного состава пыльцы и пыльцевых трубок. Содержание белков, аминокислот, РНК, ДНК, липидов и полисахаридов по градиенту длины пыльцевых трубок у ели возрастали скачкообразно по направлению к растущему кончику и стабилизировались по достижении примерно половины их максимальной длины. При этом общее содержание углеводов в пыльцевых трубках по градиенту длины практически не изменялось. Описаны процессы формирования на поверхности пыльцевых трубок внешних колец, состоящих в основном из целлюлозы и каллозы. Высказано предположение, что такие кольца могут участвовать в регулировании тургора и в частичной компартментализации протопласта в пыльцевых трубках ели. Каллозу в пыльцевых трубках у ели следует рассматривать как ситуативный антистрессовый полисахарид, который не является постоянным компонентом стенки трубки.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. В. Сурсо

Федеральный исследовательский центр комплексного изучения Арктики им. академика Н.П. Лаверова Уральского отделения Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: surso@fciarctic.ru
Россия, Архангельск

Список литературы

  1. Fernando D.D., Quinn Ch.R, Brenner E.D., Owens J.N. Male gametophyte development and evolution in extant Gymnosperms // Int. J. Plant Dev. Biol. 2010. V. 4. P. 47.
  2. Breygina M., Klimenko E., Schekaleva O. Pollen germination and pollen tube growth in Gymnosperms // Plants. 2021. V. 10. P. 1301. https://doi.org/10.3390/plants10071301
  3. Derksen J., Li Y.-Q., Knuiman B., Geurts H. The wall of Pinus sylvestris L. pollen tubes // Protoplasma. 1999. V. 208. P. 26. https://doi.org/10.1007/BF01279072
  4. Mollet J.-C., Leroux C., Dardelle F., Lehner A. Cell wall composition, biosynthesis and remodeling during pollen tube growth // Plants. 2013. V. 2. P. 107. https://doi.org/10.3390/plants2010107
  5. Justus C.D., Anderhag P., Goins J.L., Lazzaro M.D. Microtubules and microfilaments coordinate to direct a fountain streaming pattern in elongating conifer pollen tube tips // Planta. 2004. V. 219. P. 103. https://doi.org/10.1007/s00425-003-1193-2
  6. Chebli Y., Kroeger J., Geitmann A. Transport logistics in pollen tubes // Mol. Plant. 2013. V. 6. P. 1037. https://doi.org/10.1093/mp/sst073
  7. Li G.-P., Huang Q.-C., Yang L.-S., Qin G.-Y. In vitro pollen germination and pollen tube growth of Pinus thunbergii // Forest Research. 2007. V. 20. P. 224.
  8. Krichevsky A., Kozlovsky S.V., Tian G.W., Chen M.H., Zaltsman A., Citovsky V. How pollen tubes grow // Dev. Biol. 2007. V. 303. P. 405. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2006.12.003
  9. Williams J.H., Edwards J.A., Ramsey A.J. Economy, efficiency, and the evolution of pollen tube growth rates // Am. J. Bot. 2016. V. 103. P. 471. https://doi.org/10.3732/ajb.1500264
  10. Schlüpmann H., Bacic A., Read S.M. Uridine-diphosphate glucose metabolism and callose synthesis in cultured pollen tubes of Nicotiana alata Link et Otto // Plant Physiol. 1994. V. 105. P. 659. https://doi.org/10.1104/pp.105.2.659
  11. Ferguson C., Teeri T.T., Siika-aho M., Read S.M., Bacic A. Location of cellulose and callose in pollen tubes and grains of Nicotiana tabacum // Planta. 1998. V. 206. P. 452. https://doi.org/10.1007/s004250050421
  12. Chebli Y., Kaneda M., Zerzour R., Geitmann A. The cell wall of the Arabidopsis pollen tube – spatial distribution, recycling, and network formation of polysaccharides // Plant Physiol. 2012. V. 160. P. 1940. https://doi.org/10.1104/pp.112.199729
  13. Mogami N., Miyamoto M., Onozuka M., Nakamura N. Comparison of callose plug structure between dicotyledon and monocotyledon pollen germinated in vitro // Grana. 2006. V. 45. P. 249. https://doi.org/10.1080/00173130600726687
  14. Nishikawa S., Zinkl G.M., Swanson R.J., Maruyama D., Preuss D. Callose (β-1,3 glucan) is essential for Arabidopsis pollen wall patterning, but not tube growth // BMC Plant Biol. 2005. V. 5. P. 22. https://doi.org/10.1186/1471-2229-5-22
  15. Li Y.-Q., Moscatelli A., Cai G., Cresti M. Functional interactions among cytoskeleton, membranes, and cell wall in the pollen tube of flowering plants // Int. Rev. Cyt. 1997. P. 133. https://doi.org/10.1016/s0074-7696(08)61610-1
  16. Parre E., Geitmann A. More than a leak sealant. The mechanical properties of callose in pollen tubes // Plant Physiol. 2005. V. 137. P. 274. https://doi.org/10.1104/pp.104.050773
  17. Williams J.H. Novelties of the flowering plant pollen tube underlie diversification of a key life history stage // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2008. V. 105. P. 11259. https://doi.org/10.1073/pnas.0800036105
  18. Yatomi R., Nakamura S., Nakamura N. Immunochemical and cytochemical detection of wall components of germinated pollen of Gymnosperms // Grana. 2002. V. 41. P. 21. https://doi.org/10.1080/00173130260045468
  19. Chen T., Wu X., Chen Y., Li X., Huang M., Zheng M., Baluška F., Šamaj J., Lin J. Combined proteomic and cytological analysis of Ca2+-calmodulin regulation in Picea meyeri pollen tube growth // Plant Physiol. 2009. V. 149. P. 1111. https://doi.org/10.1104/pp.108.127514
  20. Chichiriccò G., Spanò L., Torraca G., Tartarini A. Hydration, sporoderm breaking and germination of Cupressus arizonica pollen // Plant Biol. 2009. V. 11. P. 359. https://doi.org/10.1111/j.1438-8677.2008.00134.x
  21. Pacini E., Franchi G.G., Ripaccioli M. Ripe pollen structure and histochemistry of some Gymnosperms // Plant Syst. Evol. 1999. V. 217. P. 81. https://doi.org/10.1007/BF00984923
  22. Parrotta L., Faleri C., Del Casino C., Mareri L., Aloisi I., Guerriero G. Biochemical and cytological interactions between callose synthase and microtubules in the tobacco pollen tube // Plant Cell Rep. 2022. V. 41. P. 1301. https://doi.org/10.1007/s00299-022-02860-3
  23. Правдин Л.Ф. Ель европейская и ель сибирская в СССР. М.: Наука, 1975. 200 с.
  24. Белик А.А., Зуева А.О. Выделение, свойства и аминокислотные последовательности двух 1,3-β-D-глюконаз брюхоногого моллюска Lambis sp. // Вестник ДВО РАН. 2018. № 2. С. 159.
  25. Cao Y., Hao R.-Z., Liu M.-Q., An X.-M., Jing Y.-P. Distribution of nuclei and microfilaments during pollen germination in Populus tomentosa Carr. // Afr. J. Agric. Res. 2012. V. 7. P. 2679.
  26. Singh H. Embryology of Gymnosperms. Berl.-Stuttg.: Gerb. Borntraeger, 1978. 304 p.
  27. Козубов Г.М., Тренин В.В., Тихова М.А., Кондратьева В.П. Репродуктивные структуры голосеменных (сравнительное описание). Ленинград: Наука, 1982. 104 с.
  28. Tushabe D., Rosbakh S. A compendium of in vitro germination media for pollen research // Front. Plant Sci. 2021. V. 12: 709945.
  29. Sede A.R., Wengier D.L., Borassi C., Estevez J.M., Muschietti J.P. Imaging and analysis of the content of callose, pectin, and cellulose in the cell wall of Arabidopsis pollen tubes grown in vitro // Pollen and pollen tube biology: methods and protocols / Ed. A. Geitmann. Publisher: Humana. 2020. P. 242. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-0672-8
  30. Schmucher T. Bor als physiologisch entscheidendes element // Naturwiss. 1932. № 20. S. 839. https://doi.org/10.1007/BF01494925
  31. Stanley R.G., Linskens H.F. Pollen (biology, biochemistry, management). Berlin, Heidenberg, N.Y.: Spring-Verlag. 1974. 307 p.
  32. Wang Q.L., Lu L.D., Wu X.Q., Li Y.Q., Lin J.X. Boron influences pollen germination and pollen tube growth in Picea meyeri // Tree Physiol. 2003. V. 23. P. 345. https://doi.org/10.1093/treephys/23.5.345
  33. Korkmaz N., Guneri M. Effect of different boron levels on pollen germination of hicaznar pomegranate (Punica granatum L.) cultivar // Int. J. Agric. Life Sci. 2019. V. 3. P. 151.
  34. Castillo S.E., Tovar J.C., Shamin A., Gutirerrez J., Pearson P., Gehan M.A. A protocol for Chenopodium quinoa pollen germination // Plant Methods. 2022. V. 18: 65. https://doi.org/10.1186/s13007-022-00900-3
  35. Zhou J., Fan C., Liu K., Jing Y. Extracellular ATP is involved in the initiation of pollen germination and tube growth in Picea meyeri // Trees. 2015. V. 29. P. 563. https://doi.org/10.1007/s00468-014-1135-6
  36. Dutta R., Sahai P., Kenneth R., Robinson K.R. Mechanisms involved in pollen tube growth: a review // Plant Cell Biotechnol. Mol. Biol. 2021. V. 22. P. 191. https://ikprress.org/index.php/PCBMB/article/view/7216
  37. Горячкина О.В., Седаева М.И. Морфология и качество пыльцы у видов рода Picea (Pinaceae) из коллекции дендрария Института леса им. В.Н. Сукачева СО РАН // Растительный мир Азиатской России. 2012. № 2(10). С. 27.
  38. Breygina M., Maksimov N., Polevova S., Evmenyeva A. Bipolar pollen germination in blue spruce (Picea pungens) // Protoplasma. 2019. V. 256. P. 941. https://doi.org/10.1007/s00709-018-01333-3
  39. Dawkins M.D., Owens J.N. In vitro and in vivo pollen hydration, germination, and pollen-tube growth in white spruce, Picea glauca (Moench) Voss. // Int. J. Plant Sci. 1993. V. 154. P. 506.
  40. Surso M.V., Chuhchinb D.G., Khviyuzov S.S., Pokryishkin S.A. Mechanism of pollen germination and pollen tubes growth in common juniper (Juniperus communis L.) in vitro // Russ. J. Dev. Biol. 2020. V. 51. P. 294. https://doi.org/10.1134/S1062360420050070

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Влияние pH среды на прорастание пыльцы и рост пыльцевых трубок ели in vitro: 1 ‒ жизнеспособность пыльцы; 2 ‒ средняя длина пыльцевой трубки.

Скачать (74KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Характер флуоресценции пыльцевых зерен ели при окрашивании калькофлуором: а, б – пыльца после 3-часовой гидратации в водной суспензии; в, г – не гидратированная пыльца; а, в – проходящий белый свет; б, г – флуоресценция в УФ-свете.

Скачать (106KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Пыльцевые трубки ели после проращивания в течение 24 ч на агаровой среде с 5% сахарозы, окрашенные калькофлуором: б-в, г-д – парные рисунки; б, г – проходящий белый свет, а, в, д – флуоресценция в УФ свете. DFG – дистальная борозда прорастания, CelR – кольцо целлюлозы.

Скачать (101KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Пыльцевые трубки ели: а – проращивание в течение 24 ч; б, д, е, ж, з, и – проращивание в течение 72 ч; в, г – проращивание в течение 96 ч. Окрашивание: а – бромкрезоловым пурпурным; б – эриохромом черным (стрелками показаны границы внешнего кольца целлюлозы); в – DAPI; г – SYPRO Rubi Protein Gel Stain; д, е – метиловым зеленым – пиронином G; ж – не окрашенные; з – окрашивание сафранином; и – Кумасси R-250); д-ж – ветвление; ж, з – биполярный рост; ж, и – тератология. 2-nd PC – вторая проталлиальная клетка, GCN – ядро генеративной клетки, VCN – ядро вегетативной клетки, TCN – ядро клетки трубки, SpCN – ядро спермиогенной клетки, StCN – стебельковая клетка с ядром и цитоплазмой.

Скачать (242KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Компонентный состав пыльцевой трубки ели по градиенту длины по результатам FT-IR спектроскопии (пример). 1 – длина волны 3358 – О-Н группы: углеводы; 2 – 3030 – С-Н связи: ароматические кольца; 3 – 1700 – С=О связи: карбонильные и карбоксильные группы (белки, РНК, ДНК, липиды); 4 – 1632 – пик связанной воды; 5 – 1512 – аминокислоты (тирозин, фенилаланин, триптофан) и соответствующие белки и, возможно, ароматические углеводороды (фенол); 6 – 1020 – С-O-С связи: полисахариды.

Скачать (124KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Локализация каллозы в растущих пыльцевых трубках ели (а, б, в, г, д, е), характер разрушения наружных мембран, стенок и кончиков трубок при избыточном тургорном давлении (ж, з, и, к), расхождение боковых стенок на кончиках трубок (л, м). Окрашивание: а, б, в, г, ж, з, и, л ‒ анилиновым синим; д, е, к ‒ анилиновым синим – J2KJ; м ‒ J2KJ. Флуоресценция в ультрафиолетовом (а, б, в, г, е, ж, и, л) и проходящем белом свете (д, з, к, м), д-е, з-и – парные рисунки (левые – проходящий белый свет, правые – флуоресценция). Стрелками показана локализация колец каллозы.

Скачать (292KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Разрушение наружного кольца каллозы под воздействием ламинариназы в течение: а – 0 мин; б – 10 мин; в – 20 мин; г – 30 мин. cal – каллоза, tcn – ядро клетки трубки.

Скачать (127KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024