Костномозговой компартмент ex vivo в условиях хронического γ-облучения

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Длительное воздействие ионизирующего излучения в низких дозах является одним из факторов риска для здоровья космонавтов, при этом нарушения кроветворения, вызванные повреждением клеток костного мозга (КМ), являются наиболее частым результатом облучения. Цель настоящей работы заключалась в оценке эффектов хронического воздействия ионизирующего излучения на гемопоэтические стволовые и прогениторные клетки (ГСПК) и стромальные прогениторные клетки КМ. При моделировании радиационного воздействия крыс подвергали 10-кратному внешнему фракционированному γ-излучению в суммарной дозе 500 сГр в течение 33 дней. Контрольная группа животных содержалась в стандартных условиях вивария. Изучали клеточный состав и функциональные характеристики клеток КМ из бедренных костей крыс. После облучения наблюдалось снижение клеточности КМ и изменение экспрессии поверхностных маркеров. Стромальные прогениторные клетки после облучения характеризовались более высоким уровнем индуцированной и спонтанной адиподифференцировки, сниженным пролиферативным потенциалом. В опытной группе было снижено общее количество гемопоэтических колоний и угнетены различные ростки кроветворения, кроме КОЕ-ГМ. После облучения культура кариоцитов КМ характеризовалась более высокой продукцией цитокинов, которые тормозят пролиферацию ГСПК (IL-18, IFNγ) и активируют их дифференцировку (IL-6). Также наблюдалось возрастание экспрессии генов и продукции цитокинов с прорезорбтивным действием на фоне снижения экспрессии генов, вовлеченных в остеогенез. Таким образом, продемонстрировано, что хроническое фракционированное радиационное воздействие в диапазоне низких доз вызывает негативные изменения со стороны стромального и гемопоэтического дифферонов КМ, что может привести к нарушению кроветворения.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Елена Александровна Маркина

Государственный научный центр Российской Федерации – Институт медико-биологических проблем РАН

Email: goncharova-tim@list.ru
ORCID iD: 0000-0003-0631-9082
Россия, Москва

Полина Игоревна Бобылёва

Государственный научный центр Российской Федерации – Институт медико-биологических проблем РАН

Email: blastoblast@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-5904-1654
Россия, Москва

Ольга Владимировна Жидкова

Государственный научный центр Российской Федерации – Институт медико-биологических проблем РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: flain-fish@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-6574-827X
Россия, Москва

Павел Владиславович Лашуков

Государственный научный центр Российской Федерации – Институт медико-биологических проблем РАН

Email: flain-fish@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-6843-2158
Россия, Москва

Людмила Борисовна Буравкова

Государственный научный центр Российской Федерации – Институт медико-биологических проблем РАН

Email: buravkova@imbp.ru
ORCID iD: 0000-0001-6994-557X
Россия, Москва

Список литературы

  1. Domaratskaya E.I., Michurina T.V., Bueverova E.I. et al. Studies on clonogenic hemopoietic cells of vertebrate in space: problems and perspectives. Adv. Space. Res. 2002;30:771–776. https://doi.org/10.1016/S0273-1177(02)00394-0
  2. Markina E.A., Kokhan V.S., Roe M.P. et al. The Effects of Radiation and Hindlimb Unloading on Rat Bone Marrow Progenitor Cells. Cell. Tissue. Biol. 2018;12:183–196. https://doi.org/10.1134/S1990519X18030069
  3. Vacek A., Michurina T.V., Serova L.V. et al. Decrease in the number of progenitors of erythrocytes (BFUe, CFUe), granulocytes and macrophages (GM-CFC) in bone marrow of rats after a 14-day flight onboard the Cosmos-2044 Biosatellite. Folia. Biol. 1991; 37:35–41
  4. Wronski T.J., Morey E.R. Effect of spaceflight on periosteal bone formation in rats. Am. J. Physiol.-Regul. Integr. Comp. Physiol. 1983;244:R305–R309. https://doi.org/10.1152/ajpregu.1983.244.3.R305
  5. Дурнова Г.Н., Капланский А.С., Морей-Холтон Э.Р. и др. Исследование большеберцовых костей крыс, экспонированных на “Спейслэб-2”: Гистоморфометрический анализ. Авиакосм. экол. мед. 1996;30(1):21–26. [Durnova G.N., Kaplanskij A.S., Morej-Holton E.R. i dr. Issledovanie bol’shebercovyh kostej krys, eksponirovannyh na “Spejsleb-2”: Gistomorfometricheskij analiz. Aviakosm. Ekol. Med. 1996;30(1):21–26. (In Russ.)]
  6. Шафиркин А.В., Григорьев Ю.Г., Коломенский А.В. Межпланетные и орбитальные космические полеты. Радиационный риск для космонавтов. Радиобиологическое обоснование. М.: Экономика, 2009. 639 с. [ Shafirkin A.V., Grigor’ev Yu.G., Kolomenskij A.V. Mezhplanetnye i orbital’nye kosmicheskie polety. Radiacionnyj risk dlya kosmonavtov. Radiobiologicheskoe obosnovanie. M.: Izd. Ekonomika, 2009. 639 s. (In Russ.)]
  7. Green D.E., Rubin C.T. Consequences of irradiation on bone and marrow phenotypes, and its relation to disruption of hematopoietic precursors. Bone. 2014; 63:87–94. https://doi.org/10.1016/j.bone.2014.02.018
  8. Waselenko J.K. Medical Management of the acute radiation syndrome: recommendations of the strategic national stockpile radiation working group. Ann. Int. Med. 2004;140:1037. https://doi.org/10.7326/0003-4819-140-12-200406150-00015
  9. Fliedner T.M., Graessle D.H., Meineke V., Feinendegen L.E. Hemopoietic response to low dose-rates of ionizing radiation shows stem cell tolerance and adaptation. Dose-Response. 2012;10:dose-response.1. https://doi.org/10.2203/dose-response.12-014.Feinendegen
  10. Henry E., Arcangeli M.-L. How hematopoietic stem cells respond to irradiation: similarities and differences between low and high doses of ionizing radiations. Exp. Hematol. 2021;94:11–19. https://doi.org/10.1016/j.exphem.2020.12.001
  11. Richardson R.B. Stem cell niches and other factors that influence the sensitivity of bone marrow to radiation-induced bone cancer and leukaemia in children and adults. Int. J. Radiat. Biol. 2011;87:343–359. https://doi.org/10.3109/09553002.2010.537430
  12. Islam M.S., Stemig M.E., Takahashi Y., Hui S.K. Radiation response of mesenchymal stem cells derived from bone marrow and human pluripotent stem cells. J. Radiat. Res. 2015;56:269–277. https://doi.org/10.1093/jrr/rru098
  13. Wang Y., Zhu G., Wang J., Chen J. Irradiation alters the differentiation potential of bone marrow mesenchymal stem cells. Mol. Med. Rep. 2016;13:213–223. https://doi.org/10.3892/mmr.2015.4539
  14. Yang L., Liu Z., Chen C. et al. Low-dose radiation modulates human mesenchymal stem cell proliferation through regulating CDK and Rb. Am. J. Transl. Res. 2017;9(4):1914–1921.
  15. Mcphee J.C., Charles J.B. Human health and performance risks of space exploration missions. National Aeronautics and Space Administration, 2009. 398 p.
  16. Cao X., Wu X., Frassica D., et al. Irradiation induces bone injury by damaging bone marrow microenvironment for stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. 2011;108:1609–1614. https://doi.org/10.1073/pnas.1015350108
  17. Chalot M., Barroca V., Devanand S. et al. Deleterious effect of bone marrow-resident macrophages on hematopoietic stem cells in response to total body irradiation. Blood. Adv. 2022;6:1766–1779. https://doi.org/10.1182/bloodadvances.2021005983
  18. Rettig M.P., Ansstas G., DiPersio J.F. Mobilization of hematopoietic stem and progenitor cells using inhibitors of CXCR4 and VLA-4. 2012;26:34–53. https://doi.org/10.1038/leu.2011.197
  19. Arbonés M.L., Ord D.C., Ley K. et al. Lymphocyte homing and leukocyte rolling and migration are impaired in L-selectin-deficient mice. Immunity. 1994;1:247–260. https://doi.org/10.1016/1074-7613(94)90076-0
  20. Alwood J.S., Shahnazari M., Chicana B. et al. Ionizing radiation stimulates expression of pro-osteoclastogenic genes in marrow and skeletal tissue. J. Interferon. Cytokine. Res. 2015;35:480–487. https://doi.org/10.1089/jir.2014.0152
  21. Li Y., Hoffman M.D., Benoit D.S.W. Matrix metalloproteinase (MMP)-degradable tissue engineered periosteum coordinates allograft healing via early stage recruitment and support of host neurovasculature. Biomaterials. 2021;268:120535. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2020.120535
  22. Si J., Wang C., Zhang D. et al. Osteopontin in bone metabolism and bone diseases. Med. Sci. Monit. 2020;26:e919159. https://doi.org/10.12659/MSM.919159
  23. Poncin G., Beaulieu A., Humblet C. Characterization of spontaneous bone marrow recovery after sublethal total body irradiation: importance of the osteoblastic/adipocytic balance. PLoS. ONE. 2012;7:e30818. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0030818
  24. Zou Q., Hong W., Zhou Y. Bone marrow stem cell dysfunction in radiation-induced abscopal bone loss. J. Orthop. Surg. 2016;11:3. https://doi.org/10.1186/s13018-015-0339-9
  25. Zhong L., Yao L., Holdreith N. et al. Transient expansion and myofibroblast conversion of adipogenic lineage precursors mediate bone marrow repair after radiation. JCI. Insight. 2022;7:e150323. https://doi.org/10.1172/jci.insight.150323
  26. Ma J., Shi M., Li J. et al. Senescence-unrelated impediment of osteogenesis from Flk1+ bone marrow mesenchymal stem cells induced by total body irradiation and its contribution to long-term bone and hematopoietic injury. Haematologica. 2007;92:889–896. https://doi.org/10.3324/haematol.11106
  27. Muramoto G.G., Chen B., Cui X. et al. Vascular endothelial cells produce soluble factors that mediate the recovery of human hematopoietic stem cells after radiation injury. Biol. Blood. Marrow. Transplant. 2006;12:530–540. https://doi.org/10.1016/j.bbmt.2005.12.039
  28. Li T., Wu Y. Paracrine molecules of mesenchymal stem cells for hematopoietic stem cell niche. Bone. Marrow. Res. 2011;2011:1–8. https://doi.org/10.1155/2011/353878
  29. Jahandideh B., Derakhshani M., Abbaszadeh H. et al. The pro-Inflammatory cytokines effects on mobilization, self-renewal and differentiation of hematopoietic stem cells. Hum. Immunol. 2020;81:206–217. https://doi.org/10.1016/j.humimm.2020.01.004

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Гемопоэтические колонии, образованные клетками КМ из бедренной кости крыс Wistar. А – колониеобразующая единица (КОЕ) гранулоцитов и макрофагов (КОЕ-ГМ), Б – КОЕ макрофагов (КОЕ-М), В –КОЕ гранулоцитов (КОЕ-Г), Г – бурстообразующая единица эритроцитов (БОЕ-Э), Д – КОЕ пре-В-лимфоцитов (КОЕ-преВ). Микроскопия в темном поле. Объектив: Nikon Plan Flour 4/0/13 ∞/1/2 WD16.5.

Скачать (135KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Число гемопоэтических колоний, образованных миелоидными и лимфоидными предшественниками КМ крыс. А – общее число колониеобразующих единиц (КОЕ), Б – КОЕ гранулоцитов (КОЕ-Г), В – бурстообразующая единица эритроцитов (БОЕ-Э), Г – КОЕ пре-В-лимфоцитов (КОЕ-преВ), Д – КОЕ гранулоцитов и макрофагов (КОЕ-ГМ), Е – КОЕ макрофагов (КОЕ-М). На графиках представлены медиана, межквартильный разброс, минимальное и максимальное значения. * Достоверное отличие от контроля (р < 0.05). К – виварный контроль, О – опыт, n = 3.

Скачать (73KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Дифференциальная экспрессия генов в клетках из КМ бедренной кости крыс. Данные представлены в виде тепловой карты (2-∆∆Ct).

Скачать (52KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025